LKB1

LKB1 (znany też jako STK11) – ludzki antyonkogen w locus 19p13.3, kodujący białko kinazy treoninowo-serynowej (EC 2.7.11.1). Mutacje z utratą funkcji genu LKB1 wiążą się z większością przypadków dziedziczonego autosomalnie dominująco zespołu Peutza-Jeghersa, objawiającego się predyspozycją do nowotworów złośliwych różnych narządów, polipami hamartomatycznymi przewodu pokarmowego, polipowatością nosa, plamami soczewicowatymi na wargach i palcach^[1].

Locus genu, którego defekt jest odpowiedzialny za zespół Peutza-Jeghersa, zdeterminowano w 1997 roku przy pomocy analizy sprzężeń. Gen sklonowały niezależnie od siebie w 1998 roku dwa zespoły badaczy; praca Lauri Aaltonen i współpracowników z Uniwersytetu w Helsinkach ukazała się 8 stycznia na łamach Nature^[2], natomiast tydzień wcześniej w Nature Genetics opublikowano doniesienie grupy Dietera Jennego z Instytutu Neurobiologii im. Maxa Plancka i Michaela Zimmera z Uniwersytetu w Würzburgu^[1]. Badacze fińscy nazwali gen LKB1, a zespół niemiecki STK11 i jak dotąd nie ma konsensusu, której nazwy powinno się używać. Region kodujący LKB1 został sklonowany w 1996 roku przez Jun-ichi Nezu z Chugai Pharmaceuticals w Japonii i zdeponowany w banku genów jako kodujący nieznaną wcześniej kinazę^[3]. W pierwszej dekadzie po odkryciu genu wykazano, że białko kodowane przez gen LKB1 występuje in vivo w kompleksie potrójnym LKB1-STRAD-MO25 i pełni wiele różnorodnych funkcji, między innymi bierze udział w remodelowaniu chromatyny, regulacji cyklu komórkowego, szlaku sygnalizacyjnym Wnt^[4][5], regulacji polarności komórek^[5][6][7] i ich metabolizmu energetycznego^[8][9].

Gen LKB1 obejmuje około 23 kpz genomowego DNA i zawiera 9 eksonów, transkrybowanych w kierunku od telomeru do centromeru^[1]. Gen LKB1 podlega ekspresji w praktycznie wszystkich tkankach, zarówno płodowych jak i dorosłych organizmów^[1][2]. Poziom ekspresji LKB1 jest wysoki, około 3,3 razy wyższy niż przeciętnego genu^[10]. Najwyższy jest w jądrach i wątrobie płodu.

• Mysi ortolog genu LKB1, Lkb1, został zmapowany na mysim chromosomie 10. Zawiera on 10 eksonów obejmując około 15 kpz^[11]. Gen LKB1 sklonowano też u szeregu innych ssaków^[12].
• Drosophila melanogaster ma odpowiednik oznaczany lkb1.
• Xenopus posiada gen ortologiczny XEEK1^[13]
• Danio rerio posiada gen ortologiczny oznaczany zgc:110180^[14]
• U C. elegans występuje z kolei postać ortologiczna par-4 (abnormal embryonic PARtitioning of cytoplasm)^[15].

Par-4 i Lkb1 mają, odpowiednio, 26% i 44% identycznej sekwencji z LKB1 (42% i 66%, gdy porównać same domeny kinazowe)^[16].

U drożdży Saccharomyces cerevisiae trzy kinazy: Elm1, Pak1/Sak1 i Tos3 wykazują podobieństwo sekwencji do LKB1, aczkolwiek są bardziej zbliżone do ssaczej kinazy kinaz kalmodulino-zależnych (CAMKK). Elm1, Pak1/Sak1 i Tos3 fosforylują T-pętlę białka Snf1p, będącego homologiem ssaczej AMPK^[17][18][19], a odkrycie to pozwoliło dowieść, że LKB1 fosforyluje AMPK (zobacz dalej).

W bazie NCBI odnotowano 143 polimorfizmów pojedynczego nukleotydu (SNP) w genie LKB1^[20]. Najczęstsze z nich to: rs741764 (48%), rs741765 (47%), rs2075606 (45%), rs2277746 (44%), rs3795063 (42%), rs2075604 (41%), rs6510599 (41%), rs3764640 (38%), rs2075608 (30%), rs8111699 (26%), rs2288948 (22%), rs2075607 (21%), rs7246173 (20%), rs7259033 (19%), rs3829686 (11%).

Zidentyfikowano 9 alternatywnych transkryptów genu, 8 alternatywnie składanych mRNA dla LKB1 (a, b, c, d, e, f, g, h) i jeden wariant nie podlegający splicingowi (i). Siedem z tych transkryptów (a-g) przypuszczalnie ulega translacji na dobre produkty białkowe. Warianty d i f są domniemanymi celami nonsense-mediated mRNA decay, jednak były izolowane in vivo. Warianty e i f korzystają nie z kanonicznego kodonu START (ATG), ale zgodnego z sekwencją Kozak kodonu CTG (g..CTGg)^[10].

Gen zawiera 18 różnych intronów, z których 16 ma typowe sekwencje flankujące introny (GT-AG), a dwa mają nietypowe: GC-AG i AT-AC. Zidentyfikowano cztery możliwe promotory genu, dwa nienachodzące na siebie alternatywne ostatnie eksony i 5 alternatywnych miejsc poliadenylacji^[10].

Sekwencje promotorowe wiążące czynniki transkrypcyjne znajdują się przypuszczalnie w obszarze -1090 do -1472 od miejsca startu transkrypcji^[21]. 187 pz genu LKB1 jest antysensowe względem genu C19orf26, co sugeruje możliwy mechanizm regulacji transkrypcji^[10].

Ludzkie białko LKB1 zawiera 433 reszt aminokwasowych (mysie Lkb1 436 reszt). Jego masa cząsteczkowa wynosi 48636 Da^[22]. Domena katalityczna kinazy (reszty 44-309) nie jest podobna do domen innych znanych kinaz. N- i C-końcowe, niekatalityczne regiony białka LKB1, nie wykazują homologii z innymi znanymi białkami i nie posiadają żadnych funkcjonalnych domen. W pobliżu C-końca znajduje się reszta cysteinowa modyfikowana poprzez farnezylację (patrz niżej).

LKB1 posiada co najmniej osiem reszt aminokwasowych podlegających fosforylacji: S31^[23], S325^[23], T366, T185^[23], T189, T336 i T402^[24].

S31, S325, T366 i S431 są fosforylowane przez różne kinazy, natomiast T185, T189, T336 i T402 są miejscami autofosforylacji.

Reszty T336, T366 i S431 oraz sąsiadujące sekwencje są wysoce konserwowane w obrębie ortologów LKB1 u D. melanogaster, Xenopus i ssaków, ale nie u C. elegans:

hLKB1 353 LFDIEDDIIYTQDFTVPGQV 424 SASSKIRRLSACKQQ
mLKB1 356 LFDIEDGIIYTQDFTVPGQV 427 S-SNKIRRLSACKQQ
Xeek1 377 LCDFEDDITYTQDFTVPGQV 423 TTGSKVRKLSACKQQ
dLKB1 410 -----AYHYGTQEEDVYFTE 535 TSCISVRKLSHCRTS

Wydaje się, że endogennie reszta S431 LKB1 jest fosforylowana przez kinazę białkową RSK (p90 ribosomal s6 protein kinase) i kinazę PKA (cAMP-zależną kinazę białkową A) w odpowiedzi na odpowiednie czynniki aktywujące obie te kinazy^[23][25].

Fosforylacja LKB1 na reszcie tyrozynowej T366 zachodzi jedynie w warunkach ekspozycji na promieniowanie jonizujące, in vivo najprawdopodobniej przy udziale kinazy ATM (kinazy aktywowanej uszkodzeniem DNA zmutowanej w zespole ataksja-teleangiektazja; ATM mutated)^[26].

Białko ssaczej kinazy LKB1 zakończone jest sekwencją aminokwasową Cys-Lys-Gln-Gln^[25], będącą sekwencją konsensusową dla białek podlegających prenylacji^[27][28]. Motyw ten jest konserwowany u Xenopus i Drosophila, ale nie u C.elegans. In vitro przez wyznakowanie kwasem mewalonowym-C₁₄ wykazano, że reszta cysteinowa C433 w motywie prenylacyjnym faktycznie podlega prenylacji jak przewidywano na podstawie struktury pierwszorzędowej genu, a metodą spektrometrii masowej dowiedziono, że jest to raczej farnezylacja niż geranylgeranylacja^[25]. Badania u D. melanogaster wskazują, że prenylacja C433 jest niezbędna do regulacji przez LKB1 polaryzacji komórki, jednak mechanizm wpływu na białko przez prenylację pozostaje niewyjaśniony. Zmutowane białko p.433C>A (pozbawione miejsca prenylacji) wykazywało prawidłową aktywność in vitro i zachowywało zdolność supresji wzrostu komórek linii G361, a jego lokalizacja wewnątrzkomórkowa była nieodróżnialna od LKB1 dzikiego typu. Farnezylowana reszta cysteinowa C433 znajduje się jedynie dwie reszty dalej od seryny S431, miejsca modyfikacji posttranslacyjnej przez RSK i PKA, ale ani mutacje zamiany aminokwasu typu: 431S>E ani 431S>E nie miały wpływu na prenylację C433. Mutacje 433C>A także nie miały wpływu na fosforylację LKB1 na reszcie S431.

LKB1 znajduje się w jądrze i cytoplazmie komórek. Białko jest relokowane do cytoplazmy po związaniu z MO25 (CAB39) i STRAD (LYK5) lub MO25 i ALS2CR2^[22]. Wewnątrzkomórkowe rozmieszczenie LKB1 zależy też od białek SMARCA4 (Brg4) i LIP1 (zobacz dalej). Stabilność białka LKB1 wymaga obecności kompleksu chaperonów Hsp90 i Cdc37/p50. Działanie na komórki geldanamycyną lub nowobiocyną, inhibitorami Hsp90, powoduje destabilizację LKB1 a w przypadku geldanamycyny, szybką ubikwitynację białka i jego degradację w proteasomie^[29][30].

Wykazywano obecność LKB1 w mitochondriach^[24] i zakotwiczonego do błony komórkowej, za pośrednictwem farnezylacji cysteiny blisko C-końca^[25][31]. Białko posiada sygnał lokalizacji jądrowej (NLS) w N-końcowym niekatalitycznym obszarze białka (reszty 38-43). Mutacje w tym motywie sprawiają, że LKB1 jest rozproszone w całej komórce^[23][32]. Mutant LKB1 niezawierający NLS zachowuje zdolność supresji wzrostu komórki, co sugeruje, że w funkcji supresorowej kinazy LKB1 ma istotny udział cytozolowa frakcja białka^[33]. Ponadto, znany jest przynajmniej jeden mutant LKB1 (SL26), którego białko nie posiada trzech C-końcowych reszt aminokwasowych. Takie nieprawidłowe białko jest lokalizowane wyłącznie do jądra komórkowego, zachowuje aktywność katalityczną in vitro, ale nie jest zdolne do supresji wzrostu komórki^[33].

LKB1 in vivo tworzy kompleks z białkiem pseudokinazy STRAD (właściwie STRADα i STRADβ, kodowane przez różne geny) i białkiem MO25 (właściwie MO25α i MO25β) należącym do tzw. scaffolding proteins (białek tworzących szkielet komórki). STRAD i MO25 regulują stabilność LKB1, jej aktywność kinazową i subkomórkowe rozmieszczenie, i są niezbędne do pełnej aktywności biologicznej LKB1^[35][36].

Do innych białek wchodzących w interakcje z LKB1 in vivo należą:

• LIP1 (LKB1 interacting protein-1)^[37]
• SMARCA4 (Brg1, Brahma-related gene-1 protein)^[38]
• P53 lub białka związane z P53^[24]
• AGS3 (activator of G protein signalling-3)^[39], którego gen jest ssaczym homologiem partner of inscuteable u muszek
• FLIP1 (TNIP2)^[40]
• PAPK^[41].

Wykazano, że LKB1 wiąże się w komórce z białkiem P53, i przypuszczalnie reguluje P53-zależne szlaki apoptozy^[24]. Innym białkiem, wchodzącym w interakcje zarówno z LKB1 jak i z białkiem SMAD4, jest LIP1 należące do białek bogatych w powtórzenia leucynowe. Ponieważ LIP1 nie jest substratem dla LKB1, proponowano, że LIP1 może regulować LKB1 przez wpływ na jego wewnątrzkomórkową lokalizację^[37]. Innym białkiem, z którym LIP1 się wiąże, jest SMAD4, co sugeruje obecność w komórkach kompleksu LKB1-LIP1-SMAD4^[37] i może stanowić wspólny punkt mechanizmów patogenetycznych zespołu Peutza-Jeghersa (w którym zmutowany jest LKB1) i zespołu młodzieńczej polipowatości (w którym zmutowany jest SMAD4).

Ponadto LIP1 wchodzi w interakcje ze wspomnianym wcześniej SMARCA4 (Brg1).

In vitro LKB1 wchodzi w interakcję z fosfatazą PTEN. Część mutacji wywołujących PJS w genie LKB1 upośledza zdolność wiązania białka LKB1 do PTEN, sugerując udział braku tej interakcji w patogenezie PJS. Interakcja LKB1-PTEN powoduje relokalizację LKB1 do cytoplazmy. Ponadto, w warunkach in vitro LKB1 fosforyluje PTEN na resztach S385 i S380/S382/S383; wzór fosforylacji PTEN przez LKB1 jest inny niż ten kinazy kazeinowej II (CK2), regulującej stabilność i aktywność PTEN^[42].

Substratami LKB1 jest szereg kinaz serynowo-treoninowych, należących do części ludzkiego kinomu określanej jako kinazy zależne od AMPK lub podrodzina kinazy AMPK^[9][43]. LKB1 fosforyluje te kinazy na konserwowanej reszcie treoninowej umieszczonej w pętli T (T-loop) domeny kinazowej. Jak dotąd, scharakteryzowano przynajmniej czternaście substratów LKB1 w tej grupie kinaz^[41][44][45]:

• AMPKα1 (PRKAA1; protein kinase, AMP-activated, alpha 1 catalytic subunit)
• AMPKα2 (protein kinase, AMP-activated, alpha 2 catalytic subunit)
• NUAK1 (NUAK family, SNF1-like kinase, 1)
• NUAK2 (NUAK family, SNF1-like kinase, 2)
• SIK1 (SNF1LK; salt-inducible kinase 1, SNF1-like kinase)
• SIK2 (SNF1LK; salt-inducible kinase 2, SNF1-like kinase 2)
• QSK (SIK3; salt-inducible kinase 3)
• MARK1 (MAP/microtubule affinity-regulating kinase 1)
• MARK2 (MAP/microtubule affinity-regulating kinase 2)
• MARK3 (MAP/microtubule affinity-regulating kinase 3)
• MARK4 (MAP/microtubule affinity-regulating kinase 4)
• BRSK1 (BR serine/threonine kinase 1)
• BRSK2 (BR serine/threonine kinase 2)
• SNRK (SNF related kinase).

Wykazano, że LKB1 bierze udział w regulacji biegunowości (polarności) komórek nabłonka jelita cienkiego (enterocytów)^[5]. Wcześniej uważano, że ukształtowanie się biegunowości pojedynczego enterocyta, z wykształceniem rąbka szczoteczkowego na skierowanym do światła jelita biegunie komórki, zależy od interakcji z sąsiadującymi komórkami nabłonka. Pojedyncza komórka może jednak ulec polaryzacji na drodze aktywacji LKB1^[7]. Mechanizm, w którym LKB1 indukuje polaryzację może angażować grupę ssaczych kinaz serynowo-treoninowych, określanych łącznie jako rodzina PAR1. LKB1 wiąże się z białkiem PAR1^[41], fosforyluje je i aktywuje^[9][46]. Zależność LKB1 i PAR1 wykazano też u innych organizmów; odpowiednikiem PAR1 u nicieni C. elegans jest grupa genów oznaczanych par (od partitioning defective), zawiadujących najprawdopodobniej asymetrycznym podziałem komórek w zarodku^[5]. Par4 jest domniemanym ortologiem LKB1 (patrz wyżej). Fenotyp inaktywacji Par4 i Par1 jest zbliżony, co sugeruje, że produkty białkowe obu tych genów także współpracują w kaskadzie kinazowej, tak jak LKB1-PAR1 u człowieka^[47].

Polaryzacja komórki wymaga asymetryczności rozmieszczenia jej elementów strukturalnych, w tym mikrotubuli. Stąd kolejnym etapem badań było sprawdzenie, czy kinazy omawianej kaskady są potencjalnie zdolne do fosforylacji białek związanych z mikrotubulami (microtubule-associated proteins, MAPs). Fosforylacja MAPs powoduje dysocjację mikrotubuli do podjednostek tubuliny; skojarzona dysocjacja i reasocjacja podjednostek tego białka jest niezbędna do asymetrycznych czynności mikrotubuli, takich jak tworzenie wrzeciona podziałowego^[5]. Dwa białka należące do rodziny PAR1 okazały się faktycznie należeć do kinaz fosforylujących MAPs (MARK).

Nie wyjaśniono dotąd, czy ta kaskada kinaz ma udział w procesie nowotworzenia w PJS, wiadomo natomiast, że PAR1 fosforyluje i aktywuje białko Dishevelled^[48], kluczowy komponent szlaku sygnalizacyjnego Wnt, nadmiernie aktywowanego w większości raków jelita grubego. LKB1 mogłaby regulować szlak Wnt pośrednio przez regulację PAR1; część obserwacji potwierdza te przypuszczenia^[4][46] podczas gdy inne, wynikające z badań nad Xeek1, dają przeciwstawne wyniki – według nich Xeek1 aktywuje kinazy GSK-3β i PKC-ζ aktywując szlak Wnt.

Wiadomo, że LKB1 wiąże się in vivo z ATPazą i helikazą SMARCA4 (Brg1), będącą istotnym elementem kompleksu remodelującego chromatynę w nukleosomie^[38]. Funkcją nukleosomów jest regulacja transkrypcji genów przez pośredniczenie w upakowaniu DNA. Interakcje DNA-białko są jednak możliwe dzięki czasowym rozerwaniom struktury nukleosomów, do których dochodzi przy udziale energii generowanej przez ATPazę SMARCA4 hydrolizującą ATP. Rozerwanie nukleosomu umożliwia wtedy heilkazie rozplecenie podwójnej helisy DNA^{[49][50][51][52][53]}. W obecności LKB1 aktywność ATPazowa SMARCA4 jest zwiększona^[38]. Przypuszcza się, że LKB1 może działać w szlaku sygnalizacyjnym SMARCA4 indukującym zatrzymanie cyklu komórkowego, ponieważ LKB1 indukuje zatrzymanie cyklu w G1^[54], a SMARCA4 razem z RB1 zatrzymuje cykl zarówno w fazie G1 jak i fazie S^[33][55]. Wprowadzenie SMARCA4 do komórek linii SW13 pozbawionych ekspresji SMARCA4 prowadzi do powstania dużych, płaskich komórek, typowego obrazu komórek zatrzymanych w swoim cyklu komórkowym i starzejących się^[55][56].

Knockout obu alleli XEEK1 u Xenopus

Zahamowanie ekspresji XEEK1 u żab Xenopus skutkuje nieprawidłowościami rozwojowymi u zarodków żab podobnymi jak w przypadku defektów szlaku sygnalizacyjnego Wnt^[4]. XEEK1 u Xenopus ulega szczególnie wysokiej ekspresji w oocytach, jajach i młodych zarodkach, sugerując rolę w embriogenezie^[13].

Knockout obu alleli Lkb1 u myszy

Badania na organizmach modelowych sugerują, że LKB1 odgrywa istotną rolę w komórkach na etapie embriogenezy^[57][58][59]. Knockout obu alleli genu Lkb1 u myszy prowadzi do śmierci na etapie rozwoju zarodkowego. Myszy Lkb1 rozwijają się prawidłowo do 8. dnia od zapłodnienia (E8.0), po E8.25 występują różne nieprawidłowości w rozwoju zarodka, w tym zahamowanie rotacji, niepełne zamknięcie cewy nerwowej, nieprawidłowy rozwój łuku aorty i hipoplazja pierwszego łuku skrzelowego (wadliwa somitogeneza). Nie obserwowano przeżycia zarodków dłużej niż po E11.0. Nieprawidłowości dotyczyły także łożyska, w którym opisywano nieprawidłową aranżację warstw narządu i niedostateczne unaczynienie łożyska przez naczynia płodu. Poziomy mRNA dla VEGF w zarodkach E8.5 i E9.5 były podwyższone. W płodowych fibroblastach otrzymanych z zarodków Lkb^-/- w E8.5 stwierdzono bardzo wysoki wyjściowy i indukowany hipoksją poziom mRNA dla VEGF. Sugerowano zatem, że LKB1 może regulować produkcję VEGF i pośrednio angiogenezę.

Mysi model PJS (haploinsuficjencja Lkb1)

W mysim modelu PJS celowane mutacje Lkb1^+/i objawiały się u myszy w wieku około 5 miesięcy, jako polipowatość zbliżona histologicznie i makroskopowo do polipowatości w PJS^[58][59][60]. Myszy wykazywały zwiększoną śmiertelność począwszy od 8 miesiąca życia. Polipy najczęściej lokalizowały się w żołądku (średnio 6 polipów/8 miesięcy^[61]), typowo w sąsiedztwie odźwiernika. Polipy jelita cienkiego i grubego były znacznie rzadsze (przeciętnie nie więcej niż pojedynczy polip u jednego zwierzęcia). Dystrybucja zmian była więc inna niż u pacjentów z PJS, u których częstość występowania polipów w poszczególnych odcinkach przewodu pokarmowego wynosi 40%, 80% i 40% w, odpowiednio, żołądku, jelicie cienkim i jelicie grubym^[62]. Donoszono jednak o występowaniu u chorych z PJS małych, bezobjawowych polipów żołądka u wszystkich badanych gastroskopowo pacjentów^[63].

U większości myszy Lkb^+/- nie odnotowano nowotworów jelita ani innych narządów, prawdopodobnie z powodu zwiększonej śmiertelności spowodowanej polipowatością^[59]. W jednym badaniu wykazano, że u istotnej części myszy Lkb^+/- które dożyły wieku 50 tygodni rozwinął się rak wątrobowokomórkowy (HCC). W komórkach guza nie wykazano obecności mRNA ani białka Lkb1, co wskazuje na utratę heterozygotyczności Lkb1 jako warunek neoplazji^[64].

Wybiórcza homozygotyczna inaktywacja Lkb1 – model tumorogenezy w różnych narządach

W modelu mysiej tumorogenezy płuc zależnym od mutacji aktywującej Kras wykazano supresorową rolę Lkb1. W modelu tym obserwowano udział mutacji Kras razem z mutacjami p53 lub Ink4a/Arf (Cdkn2a), ale korelacja mutacji Kras i homozygotycznej inaktywacji Lkb1 była silniejsza. Guzy z niższą ekspresją Lkb1 wykazywały krótszy okres latencji, szerokie spektrum histologiczne (gruczolakoraki, raki kolczystokomórkowe, raki olbrzymiokomórkowe) i przerzutowały częściej w porównaniu z guzami zależnymi od mutacji p53 lub Ink4a/Arf. Tumorogeneza w płucach była także przyspieszona w przypadku hemizygotycznej inaktywacji Lkb1^[65]. Stosunkowo niedawno udowodniono związek mutacji Lkb1 z hiperplazją i neoplazją prostaty u myszy. W doświadczeniu Pearsona i wsp. opierającym się o system Cre-Lox wymuszono wybiórczą rekombinację zmutowanego allelu Lkb1 oflankowanego LoxP we wszystkich płatach stercza poprzez spontaniczną aktywację transgenu p450 CYP1A1-rekombinazy Cre (AhCre)^[66]. Homozygotyczne samce Lkb^-/+ z ekspresją AhCre miały skrócony czas przeżycia, ze 100% przerostem stercza i w 83% wewnątrznabłonkową neoplazją przedniego płata stercza (PIN) w wieku 2-4 miesięcy.

Rola cyklooksygenazy-2

Analiza molekularna polipów jelita u myszy Lkb^+/- wykazała w nich podwyższone poziomy białka cyklooksygenazy-2 (COX-2). Indukcja COX-2 zaangażowana jest w tworzenie guzów i ich progresję. Innym znaleziskiem w polipach myszy Lkb^+/- było obniżenie poziomów zewnątrzkomórkowo regulowanej kinazy (ERK1/ERK2). Ekspresja genu cyklooksygenazy-2 jest regulowana przez ERK1/ERK2, jednak mechanizm w którym LKB1 wpływa na ERK1/ERK2 i (lub) COX-2 nie jest wyjaśniony.

Mutacje LKB1 stwierdza się u blisko 100% pacjentów z zespołem Peutza-Jeghersa z dodatnim wywiadem rodzinnym w kierunku zespołu i u około 90% chorych bez krewnych z PJS. PJS jest jak dotąd jedynym zespołem wrodzonej predyspozycji do nowotworów, w którym mutacje germinalne powodują utratę aktywności enzymatycznej kinazy serynowo-treoninowej. Początkowo mutacje wykrywano u 35-70% pacjentów z PJS, każąc przypuszczać, że ta jednostka chorobowa może mieć zróżnicowaną etiologię. Badania w kierunku mutacji w genach kandydackich (kodujących STRADα i MO25α) nie wykazały jednak żadnych mutacji w tych loci^[68][69], a upowszechnienie technik wykrywania dużych delecji w obrębie LKB1 przy użyciu MLPA pozwoliło wykryć mutacje genu u niemal wszystkich chorych^{[70][71][72][73]}.

Część mutacji dotyczy C-końcowego obszaru genu niekodującego domeny kinazowej. Obecnie znanych jest łącznie 175 mutacji związanych z PJS, w tym:

• 60 mutacji punktowych missens/nonsens
• 21 mutacji miejsca splicingowego
• małych 47 delecji
• 24 małych insercji
• 5 małych insercji/delecji
• 14 dużych delecji
• 2 dużych insercji
• 2 złożone rearanżacje genu^[74].

Mutacje LKB1stwierdza się też, chociaż dość rzadko, w nowotworach jako mutacje sporadyczne (niegerminalne). W jednej pracy wykazano, że mutacje LKB1 występowały w 1/3 sporadycznych gruczolakoraków oskrzeli^[75].

W jednej pracy zasugerowano, że polimorfizmy w genach LKB1 i CRTC2 (TORC2) mogą mieć wpływ na szlak LKB1-AMPK-TORC2 i mają słaby, ale istotny statystycznie związek z zapadalnością na cukrzycę typu 2 w populacji japońskiej. Badany SNP w genie LKB1 to rs741765^[76].

Mutacje zmiany sensu

Mutacje nonsensowe

Delecje in-frame i delecje całych eksonów

Mutacje miejsca splicingowego

Objaśnienia skrótów: PJS – zespół Peutza-Jeghersa; CvC – rak szyjki macicy; LC – rak płuca; PanC – rak trzustki; MM – czerniak złośliwy; TC – rak jądra; OC – rak jajnika; CC – rak jelita grubego; GC – rak żołądka; BC – rak dróg żółciowych; fs – frameshift (przesunięcie ramki odczytu); trunc – truncation (skrócenie genu); HMGD – Human Gene Mutation Database.

Obecnie nie ma zatwierdzonych leków, które znajdowałyby zastosowanie w leczeniu PJS; rutynowo, prowadzenie pacjentów z rozpoznaną chorobą opiera się na wykonywanych w odstępach dwuletnich endoskopiach dolnego i górnego odcinka przewodu pokarmowego. Często niezbędna jest interwencja chirurgiczna w związku z niedrożnością jelita wywołaną przez polipy. Odkrycie etiologii schorzenia i nowe informacje na temat komórkowych działań kinazy LKB1 pozwoliły zaproponować trzy grupy leków w eksperymentalnej terapii PJS:

• inhibitory COX-2 (koksyby)
• metformina
• inhibitory mTOR (rapamycyna).

Jak wspomniano wcześniej, w polipach myszy Lkb^+/- i pacjentów z PJS stwierdzono podwyższony poziom cyklooksygenazy-2 (COX-s). Wcześniej dowodzono korzyści ze stosowania koksybów u pacjentów z rakiem jelita grubego. U myszy Lkb^+/- stosowanie celekoksybu pozwoliło zmniejszyć wielkość polipów, w krótkoterminowym pilotażowym badaniu klinicznym u pacjentów z PJS w dwóch na sześć przypadków opisano odpowiedź na leczenie celekoksybem^[63]. Dane te zachęcają do dalszych badań nad skutecznością wybiórczych inhibitorów COX-2 u pacjentów z PJS, jednak w związku z działaniami niepożądanymi koksybów randomizowane długoterminowe badania kliniczne zostały wstrzymane.

Metformina jest skutecznym i szeroko stosowanym lekiem w terapii cukrzycy typu 2. Wiadomo, że wpływa na aktywację AMPK^[136][137], jednak dokładny mechanizm działania leku nie został sprecyzowany i obserwacje różnych autorów^{[138][139][140]} wydają się być sprzeczne^[61]. Dowiedziono w badaniach na hodowlach komórek, że fenformina (analog metforminy) wymaga prawidłowego białka Lkb1 by wywierać swoje działanie^[9]. Zaproponowano, że metformina przez aktywację szlaku AMPK mogłaby być korzystna w zapobieganiu wzrostowi polipów hamartomatycznych, w których inaktywowany jest (przypuszczalnie) jeden z alleli LKB1^[61].

Wiadomo, że w hamartomatycznych polipach Lkb^+/- i fibroblastach Lkb1^-/- szlak kinazy mTOR ulega dysregulacji^[141]. Dowiedziono skuteczności rapamycyny (sirolimusu) w leczeniu polipowatości w mysim modelu PJS^[142]. W toku są badania kliniczne z zastosowaniem rapamycyny u pacjentów z nowotworami^[143], z innymi uwarunkowanymi genetycznie chorobami z zaburzeniem szlaku mTOR: stwardnieniem guzowatym^[144] i limfangioleiomiomatozą^[145], a w przygotowaniu, także u pacjentów z polipowatością jelit na tle PJS.

• SERINE/THREONINE PROTEIN KINASE 11; STK11 w bazie Online Mendelian Inheritance in Man (ang.)
• STK11 @ Human Gene Mutation Database (dostęp wymaga rejestracji)
• LKB1 @ KinBase
• STK11 @ HomoloGene
• STK11 w bazie Ensembl
• STK11 @HGNC
• STK11 @ COSMIC Database
• par4, Stk11 i STK11 @ AceView