Hippotion celerio

Hippotion celerio
Hippotion celerio, maschio, recto
Stato di conservazione
Specie non valutata[1]
Classificazione scientifica
Dominio	Eukaryota
Regno	Animalia
Sottoregno	Eumetazoa
Superphylum	Protostomia
Phylum	Arthropoda
Subphylum	Tracheata
Superclasse	Hexapoda
Classe	Insecta
Sottoclasse	Pterygota
Coorte	Endopterygota
Superordine	Oligoneoptera
Sezione	Panorpoidea
Ordine	Lepidoptera
Sottordine	Glossata
Infraordine	Heteroneura
Divisione	Ditrysia
Superfamiglia	Bombycoidea
Famiglia	Sphingidae
Sottofamiglia	Macroglossinae
Tribù	Macroglossini
Sottotribù	Choerocampina
Genere	Hippotion
Specie	H. celerio
Nomenclatura binomiale
Hippotion celerio (Linnaeus, 1758)
Sinonimi
vedi testo
Areale
Stanziale      Areale occupato durante le migrazioni

Hippotion celerio (Linnaeus, 1758)^[2] è un lepidottero appartenente alla famiglia Sphingidae, diffuso in Eurasia, Africa e Oceania.^[3][4][5][6]

L'epiteto specifico celerio è derivato dall'aggettivo latino "cělěr, ěris, ěre" (= celere, rapido, veloce, pronto), presumibilmente riferito al volo di questa falena.^[7]

L'aspetto generale risulta molto simile a quello di Hippotion osiris, da cui si distingue per le dimensioni più ridotte e per la presenza di nervature nere sull'ala posteriore.^[5]

Il colore di fondo della pagina superiore dell'ala anteriore è un marroncino-verdastro, attraversato da linee longitudinali più chiare. Una linea argentata, affiancata da una banda anteriore brunastra, corre dall'apice fino al primo quarto del margine interno, che qui risulta nettamente sinuoso. Nella parte anteriore dell'ala, le nervature si stagliano, più chiare, sul resto della superficie. È osservabile una piccolissima macchia discale, tondeggiante e nerastra, talvolta circondata da un'area pressoché bianca. La parte posteriore dell'ala è invece percorsa da linee marroni di intensità diversa, che corrono parallelamente alla linea mediana, oppure al termen; quest'ultimo risulta alternativamente bianco e brunastro, ma non dentellato. L'apice non è falcato, benché nettamente appuntito. Il tornus è netto e ad angolo lievemente ottuso.^[3][4][6]

La pagina inferiore dell'ala anteriore è campita di un giallo ocra alquanto omogeneo. Non sono distinguibili né la macchia discale, né la linea bianca diagonale, osservabili sul recto dell'ala, ma invece si apprezza chiaramente una fascia chiara post-marginale, che si estende per quasi tutta la lunghezza del termen. Sono presenti inoltre almeno due brevi linee molto scure, circondate da una zona quasi arancione, che dalla posizione post-apicale corrono parallelamente al termen, tra Sc ed M, per poi stemperarsi pian piano nella colorazione di fondo.^[4][6]

Il recto dell'ala posteriore è colorato di un rosso chiaro, in taluni esemplari un rosa acceso, in tutta l'area compresa tra il terzo basale di C e l'angolo anale. Il resto della superficie è nerastro nella parte basale e marroncino chiaro in quella distale; il colore scuro della parte interna continua peraltro lungo le nervature, tra Sc ed M, fino a riunirsi distalmente in una banda che corre parallelamente al termen, fino all'angolo anale. Il termen continua l'alternanza di colorazione bianca e marrone che si osserva nell'ala anteriore, e non presenta dentellatura.^[4][6]

Nel verso dell'ala posteriore, la colorazione di fondo è un giallo-arancione che si stempera in un rosa spento nella zona anale e nel margine interno. La campitura è attraversata da due linee zigzaganti brunastre, parallele al termen, che dal terzo distale di C, giungono fin quasi a 1A+2A.^[4]

Va segnalata altresì una notevole variabilità nei dettagli cromatici, con la possibilità di distinguere diverse forme, in passato riconosciute come sottospecie: nella f. pallida Tutt, 1904^[8] la colorazione di fondo è molto più pallida; nella f. rosea Closs, 1911^[9] le ali tendono ad una colorazione più rossiccia; nella f. brunnea Tutt, 1904^[8] le tonalità predominanti sono più scure; nella f. augustii Trimoulet, 1858^[10] le macchie nerastre sono così estese da ricoprire quasi interamente le ali; nella f. luecki Closs, 1912^[11] le linee argentate sono assenti; nella f. sieberti Closs, 1910^[12] la linea obliqua sull'ala anteriore è giallastra anziché argentata.^[5]

Le antenne sono moniliformi e appena clavate, di colore giallo-marroncino e lievemente uncinate all'estremità distale; la loro lunghezza è pari a circa un terzo della costa dell'ala anteriore. Gli occhi sono grandi e la spirotromba è rossastra. Nei palpi labiali, il primo segmento presenta fitte setole sulla superficie interna, e non si mostra convesso su quella esterna, mentre il secondo segmento è del tutto privo di setole apicali. I pilifer sono trasformati in recettori acustici per rilevare gli ultrasuoni.^{[3][6][13][14][15]}

Il torace è dorsalmente brunastro, con una marcata linea dorsale più chiara e due linee dorso-laterali giallastre, meno pronunciate; a livello delle tegulae si possono osservare anche scaglie piliformi biancastre; la superficie ventrale è al contrario molto chiara, di un giallino pallido.^[4][6]

Nelle zampe anteriori, la fila esterna di spine sul primo segmento tarsale è affiancata da una seconda fila di spine più piccole.^[6]

L'addome è dorsalmente appena più chiaro del torace, con una banda dorsale bianca, affiancata da due fasce scure e punteggiata da una sottile linea nerastra per ogni segmento; non si osservano bande laterali, mentre gli stigmi sono chiaramente visibili, in quanto molto scuri; la superficie ventrale assume tonalità grosso modo affini a quelle del torace.^[4][6]

Nel genitale maschile, le valve sono simili a quelle di H. velox, mentre l'harpe è molto più tozzo e pressoché dritto, ma concavo all'apice e con i bordi sollevati. La guaina dell'edeago presenta due file di dentelli, così come in H. velox.^[6]

Nel genitale femminile, il gonoporo è ovale, con bordi sollevati a formare una figura a ferro di cavallo; non sono presenti processi.^[6]

L'apertura alare è 60–70 mm nel maschio e 70–75 mm nella femmina.^[16][17]

L'uovo può essere di forma e dimensioni variabili, da sferico a ovoidale; di solito è chiaro e lucido, con una colorazione verde-bluastra, che vira repentinamente verso il giallo-verdastro durante gli attimi che precedono l'emersione del bruco. Le uova vengono deposte singolarmente su entrambe le pagine della foglia della pianta ospite, spesso in prossimità del meristema apicale. Di regola la femmina depone un solo uovo per germoglio, preferendo ad esempio i getti di vite più bassi, situati in vicinanza di muretti o staccionate, oppure adiacenti al terreno.^[5]

Il bruco può avere una colorazione verde oppure marroncina; alla schiusa misura circa 4 mm, per poi raggiungere gli 80–90 mm a completa maturazione. Il capo è molto piccolo rispetto al resto del corpo. Al primo stadio la larva appare di un giallo molto tenue e traslucido, con un cornetto caudale nero e tubercolato, alquanto sproporzionato, che può raggiungere anche la metà della lunghezza del corpo. Dopo alcune ore la colorazione muta in un verde più intenso e lucido, punteggiato di piccolissime macchiette nere. Le zampe sono marroncine e le pseudozampe sono verdi. Al secondo stadio compaiono per la prima volta due macchie ocellate molto evidenti sul primo e sul secondo segmento addominali; le prime macchie sono più grandi, giallo verdastre e bordate di bianco e di nero, a loro volta con tre-quattro piccole screziature bianche all'interno; le seconde sono invece più piccole e bianco-giallastre, bordate di nero; nella variante marrone, le prime macchie risultano nere, bordate di rosso e di nero, con tre-quattro screziature bianche all'interno, mentre le seconde sono arancioni, bordate di rosso. Sempre alla seconda età, il cornetto caudale si biforca all'apice, pur senza accrescersi ulteriormente. Durante il terzo stadio, le macchie ocellate raggiungono la propria colorazione definitiva, e compare pure una linea dorso-laterale gialla per lato (nerastra nella variante marrone), dal terzo segmento toracico fino al cornetto caudale; quest'ultimo assume alla base una colorazione rossastra. Gli spiracoli sono pressoché invisibili. Nell'ultimo stadio, la maggior parte degli esemplari vira verso una colorazione brunastra, con la comparsa di larghe bande oblique scure lungo i fianchi, mentre alcuni rimangono verdi fino all'impupamento.^{[3][5][6][17]}

La pupa è lunga 45–51 mm, lucida e compressa lateralmente, con un colore bruno-grigiastro, punteggiato di macchie nere più o meno estese. La spirotromba è nettamente distinguibile e gli spiracoli sono neri, mentre il cremaster è lungo, conico e provvisto di alcuni dentelli. Si rinviene all'interno di un bozzolo marrone intessuto con fibre lasse, tra gli strati di lettiera o subito sotto la superficie del terreno. A differenza di quanto si osserva in altre forme affini, non rappresenta lo stadio svernante.^[5][6]

Il periodo di incubazione è compreso tra cinque e dieci giorni. Immediatamente dopo la schiusa, la larva divora le vestigia dell'uovo, per poi spostarsi in un luogo più riparato (di solito la pagina inferiore di una foglia), ove rimane inattiva per parecchie ore. In seguito, dopo che la colorazione dell'esoscheletro è divenuta più scura e lucida, inizia a nutrirsi delle parti più tenere delle foglie della pianta nutrice, accrescendosi ed effettuando diverse mute, via via che le dimensioni aumentano. In questa fase, se viene disturbata, la larva tende a ritrarre il capo contro il torace, rigonfiando contemporaneamente i primi due segmenti addominali, ed espandendo così i falsi occhi con funzione di dissuasione. È raro che una foglia venga spogliata completamente da questi bruchi, che tendono piuttosto a spostarsi cercando via via tessuti più teneri. Quando si approssima la fase dell'impupamento, di solito la larva si allontana dalla zona utilizzata per l'accrescimento, restando appesa allo stelo della pianta ospite, apparentemente inattiva. La pupa è di regola rinvenibile negli strati superficiali del terreno. L'adulto è un forte volatore diurno, e negli anni più caldi si spinge ad occupare le zone più settentrionali del Nordafrica e dell'Europa centrale e meridionale, tanto che non è semplice definire una netta linea di confine tra l'areale in cui la specie si può considerare stanziale e quello occupato di volta in volta dalla fase migratoria. A riposo, le macchie rossastre sulle ali posteriori non sono visibili, in quanto nascoste sotto quelle anteriori; tuttavia, se l'animale viene disturbato, tende ad esibirle per sorprendere l'eventuale aggressore, prima di volare via.^{[5][16][18][19]}

Le distanze coperte da questa specie durante i propri spostamenti sono ragguardevoli, potendo raggiungere, in certe occasioni, fino a 1.700-1.900 miglia in due giorni (oltre 3.000 km), ad esempio per spostarsi tra l'arcipelago britannico e le Azzorre.^[20][21]

Nell'areale in cui risulta stanziale, la specie è multivoltina, potendo effettuare fino a cinque generazioni l'anno, con adulti rinvenibili in ogni stagione. In Europa si osservano gli adulti da luglio-agosto a ottobre-novembre, ma nel Meridione anche più presto, e nel nord del continente solo in tarda estate.^[16][18]

Sono stati riportati casi di danni alle colture di vite^[22][23]; tuttavia, pur preferendo i generi Vitis, Parthenocissus e Galium, i bruchi di questa specie sono polifagi, potendo accrescersi a spese di un gran numero di piante nutrici, tra cui:^{[5][6][16][17][24][25][26]}

• Acacia Mill., 1754 (Mimosaceae o Fabaceae)
  • Acacia caffra (Thunb.) Willd., 1806
  • Acacia karoo Hayne, 1827
• Alocasia (Schott) G.Don, 1839 (Araceae)
  • Alocasia macrorrhizos (L.) G.Don, 1839
• Anchomanes Schott, 1853 (Araceae)
  • Anchomanes difformis (Blume) Engl., 1879
• Arum L., 1753 (Araceae) (gigaro)
• Begonia L., 1753 (Begoniaceae) (begonia)
• Beta L., 1753 (Chenopodiaceae o Amaranthaceae)
  • Beta vulgaris L., 1753 (barbabietola)
• Boerhavia L., 1753 (Nyctaginaceae)
  • Boerhavia diffusa L., 1753
  • Boerhavia elegans Choisy, 1849
  • Boerhavia erecta L., 1753
• Caladium Vent., 1800 (Araceae)
  • Caladium bicolor (Aiton) Vent., 1800
• Cayratia Juss., 1818 (Vitaceae)
• Cissus L., 1753 (Vitaceae)
  • Cissus antarctica Vent., 1803
• Clematicissus Planch., 1887 (Vitaceae)
• Colocasia Schott, 1832 (Araceae)
  • Colocasia antiquorum Schott, 1832 (aro d'Egitto)
  • Colocasia esculenta (L.) Schott, 1832 (taro)
• Commicarpus Standley, 1909 (Nyctaginaceae)
  • Commicarpus pentandrus (Burch.) Heimerl, 1934
• Convolvulus L., 1753 (Convolvulaceae) (convolvolo)
• Cryptocoryne Fisch. ex Wydler, 1830 (Araceae)
• Cyphostemma (Planch.) Alston, 1931 (Vitaceae)
  • Cyphostemma cirrhosum (Thunb.) Desc. ex Wild & R.B.Drumm., 1966
• Daucus L., 1753 (Apiaceae)
  • Daucus carota L., 1753 (carota)
• Dioscorea L., 1753 (Dioscoreaceae) (igname)
• Emex Neck. ex Campd., 1819 (Polygonaceae)
• Epilobium L., 1753 (Onagraceae) (epilobio)
  • Epilobium angustifolium L., 1753 (camenerio)
• Ficus L., 1753 (Moraceae) (fico)
  • Ficus sur Forssk., 1775
• Fuchsia L., 1753 (Onagraceae)
• Galium L., 1753 (Rubiaceae) (galio)
  • Galium verum L., 1753 (Caglio zolfino)
• Gossypium L., 1753 (Malvaceae) (cotone)
• Hibbertia Andrews, 1800 (Dilleniaceae)
  • Hibbertia scandens (Willd.) Dryand., 1806
• Impatiens L., 1753 (Balsaminaceae) (fior di vetro)
  • Impatiens walleriana Hook.f., 1868
• Ipomoea L., 1753 (Convolvulaceae)
  • Ipomoea aquatica Forssk., 1775
  • Ipomoea batatas (L.) Lam., 1793 (patata dolce)
  • Ipomoea cairica (L.) Sweet, 1826
  • Ipomoea pileata Roxb., 1824
• Linaria Mill., 1754 (Plantaginaceae)
• Lonicera L., 1753 (Caprifoliaceae) (caprifoglio)
• Manihot Mill., 1754 (Euphorbiaceae)
  • Manihot esculenta Crantz, 1766 (manioca)
• Mirabilis L., 1753 (Nyctaginaceae)
  • Mirabilis jalapa L., 1753 (bella di notte)
• Morinda L., 1753 (Rubiaceae)
  • Morinda citrifolia L., 1753 (Noni)
• Nicotiana L., 1753 (Solanaceae) (pianta del tabacco)
  • Nicotiana tabacum L., 1753
• Oldenlandia L., 1753 (Rubiaceae)
• Parthenocissus Planch., 1887 (Vitaceae)
  • Parthenocissus quinquefolia (L.) Planch., 1887 (Vite americana)
• Pentas Benth., 1844 (Rubiaceae)
  • Pentas lanceolata (Forssk.) Deflers, 1889
• Plumeria L., 1753 (Apocynaceae) (frangipani)
  • Plumeria rubra L., 1753
• Podranea Sprague, 1904 (Bignoniaceae)
  • Podranea brycei (N.E.Br.) Sprague, 1906
• Rheum L. 1753 (Polygonaceae) (rabarbaro)
  • Rheum rhabarbarum L., 1753
• Rumex L., 1753 (Polygonaceae) (rumice)
  • Rumex abyssinicus Jacq., 1777
  • Rumex vesicarius L., 1753
• Scrophularia L., 1753 (Scrophulariaceae)
• Sorghum Moench, 1794 (Poaceae) (sorgo)
• Spermacoce L., 1753 (Rubiaceae)
  • Spermacoce articularis L.f., 1782
• Syringa L., 1753 (Oleaceae)
• Typhonium Schott, 1829 (Araceae)
• Verbascum L., 1753 (Scrophulariaceae)
• Vigna Savi, 1824 (Fabaceae)
• Vitis L., 1753 (Vitaceae) (vite)
  • Vitis vinifera L., 1753 (vite comune)
• Zantedeschia Spreng., 1826 (Araceae)
  • Zantedeschia aethiopica (L.) Spreng., 1826 (calla)
• Zea L., 1753 (Poaceae)
  • Zea mays L., 1753 (mais)

Come avviene di regola negli Sphingidae, gli adulti sono forti volatori e visitano i fiori alla ricerca di nettare, svolgendo il compito di insetti pronubi per diverse piante (fenomeno definito impollinazione entomofila). Nel caso specifico dell'adulto di H. celerio, studi condotti in Kenya e Madagascar, hanno permesso di stabilire che questo svolge la funzione di insetto pronubo per Aerangis confusa J.Stewart, 1979, un'orchidea appartenente alla sottotribù delle Angraecinae.^[27]

Quanto descritto sopra avviene perché il fiore stellato di queste specie possiede uno sperone di conformazione e lunghezza adatte ad essere "visitato" con profitto solo dalla spirotromba di questo lepidottero.^[27]

Le larve di questo lepidottero possono essere oggetto di parassitoidismo da parte di insetti appartenenti a diversi ordini e famiglie:^[5][28][29]

• Diptera Linnaeus, 1758
  • Tachinidae Robineau-Desvoidy, 1830
    • Drino atropivora (Robineau-Desvoidy, 1830)
    • Drino vicina (Zetterstedt, 1849)
• Hymenoptera Linnaeus, 1758
  • Braconidae Nees, 1811
    • Megarhogas theretrae Viereck, 1911
    • Snellenius hippotionus Austin & Dangerfield, 1993
    • Snellenius philippinensis (Ashmead, 1904)
  • Trichogrammatidae Haliday & Walker, 1851
    • Trichogramma chilonis Ishii, 1941
    • Trichogramma minutum Riley, 1871

L'areale della specie si estende su ben quattro diversi continenti:^[30]

• Europa - Islanda, Irlanda, Regno Unito (incluse le Isole del Canale, l'isola di Man e le isole minori), Portogallo (incluse le Azzorre e Madera), Spagna (incluse le Canarie e le Baleari), Gibilterra, Andorra, Francia (inclusa la Corsica), Belgio, Paesi Bassi, Lussemburgo, Svezia, Danimarca, Germania, Svizzera, Austria, Italia (incluse Sardegna e Sicilia), Malta, Slovenia, Croazia, Bosnia ed Erzegovina, Albania, Grecia (inclusi Creta e il Dodecaneso), Polonia, Repubblica Ceca, Slovacchia, Ungheria, Romania e Bulgaria.^[31][32]
• Asia - Turchia, Georgia, Cipro, Siria, Libano, Giordania, Israele, Palestina, Iraq, Kuwait, Iran, Arabia Saudita, Bahrein, Qatar, Emirati Arabi Uniti, Oman, Yemen (continentale e Socotra), Afghanistan, Pakistan, India, Sri Lanka, Nepal, Cina (Sichuan, Yunnan, Tibet-Xizang, Hunan, Guangdong e Hong Kong), Giappone (Ryūkyū), Taiwan (Tainan), Bhutan, Bangladesh, Birmania, Vietnam, Thailandia, Malaysia (Malacca, Sarawak e Sabah), Singapore, Filippine, Brunei, Indonesia (Sumatra, Kalimantan, Sulawesi, Giava, Bali, Timor e Nuova Guinea Occidentale), Timor Est e Molucche.^{[31][33][34][35]}
• Africa - Marocco, Algeria, Tunisia, Egitto, Mali, Niger, Ciad, Sudan, Eritrea, Senegal, Gambia, Guinea-Bissau, Sierra Leone, Costa d'Avorio, Burkina Faso, Togo, Benin, Nigeria, Camerun, Repubblica Centrafricana, Etiopia, Gibuti, Somalia, São Tomé e Príncipe (isola di São Tomé), Guinea Equatoriale, Gabon, Repubblica del Congo, Repubblica Democratica del Congo (Provincia Orientale e Provincia del Kivu Nord), Uganda, Ruanda, Kenya, Tanzania (continentale e Isola di Pemba), Seychelles (Aldabra, Menai, Coëtivy, Desroches, Cosmoledo e Alphonse), Sant'Elena, Angola, Zambia, Malawi, Zimbabwe, Mozambico, Comore (Anjouan), Mayotte, Madagascar, Mauritius, Riunione, Namibia, Botswana, Sudafrica (KwaZulu-Natal e Provincia del Capo Orientale), Swaziland e Lesotho.^{[3][4][6][17][33][34]}
• Oceania - Papua Nuova Guinea, Australia (Australia Occidentale, Australia Meridionale, Queensland, Nuovo Galles del Sud, Victoria e Tasmania), Bismarck, Salomone, Vanuatu, Nuova Caledonia, Norfolk, Figi e Nuova Zelanda (Isola del Nord).^[34]

L'habitat è rappresentato da foreste, boschi e giardini, dal livello del mare fino ad altitudini anche elevate (oltre i 3.000 m in Tibet).^{[3][6][35][36]}

Sono stati riportati i seguenti sinonimi:^[4][6][33]

• Choerocampa celerio Duponchel, 1835 - in God., Lép. France, suppl. 2: 160 - Locus typicus: Francia^[37] (sinonimo eterotipico)
• Deilephila albo-lineata Montrouzier, 1864 - Ann. Soc. linn. Lyon 11: 250 - Locus typicus: Kanala (Nuova Caledonia)^[38] (sinonimo eterotipico)
• Deilephila celerio Ochseinheimer, 1816 - Schm. Eur. 4: 43 n° 2 - Locus typicus: non indicato^[39] (sinonimo eterotipico)
• Deilephila celerio augustii (Trimoulet, 1858) - Actes Soc. linn. Bordeaux 22: 24 - Locus typicus: Bordeaux, Francia^[10] (sinonimo eterotipico)
• Deilephila inquilina Butler, 1877 - Trans. Zool. Soc. Lond. 9 (19): 558 - Locus typicus: non indicato^[40] (sinonimo eterotipico)
• Deilephila inquilinus Walker, 1856 - List Spec. Lepid. Insects Colln Br. Mus. 8: 128 - Locus typicus: non indicato^[41] (sinonimo eterotipico)
• Elpenor celerio Oken, 1815 - Lehrbuch Naturgesch. 3 (Zool.) (1): 760 - Locus typicus: non indicato^[42] (sinonimo eterotipico)
• Elpenor phoenix Oken, 1815 - Lehrbuch Naturgesch. 3 (Zool.) (1): 760 - Locus typicus: non indicato^[42] (sinonimo eterotipico)
• Hippotion celerio brunnea Tutt, 1904 - Nat. hist. Brit. Lep. 4: 119 - Locus typicus: non indicato^[8] (sinonimo eterotipico)
• Hippotion celerio luecki Closs, 1912 - Int. ent. Z. 6: 153 - Locus typicus: Durban, Natal, Sudafrica^[11] (sinonimo eterotipico)
• Hippotion celerio pallida Tutt, 1904 - Nat. hist. Brit. Lep. 4: 119 - Locus typicus: non indicato^[8] (sinonimo eterotipico)
• Hippotion celerio rosea (Closs, 1911) - Int. ent. Z. 5: 276 - Locus typicus: Nuova Caledonia^[9] (sinonimo eterotipico)
• Hippotion celerio sieberti (Closs, 1910) - Berl. ent. Z. 54: 226 - Locus typicus: Giava, Indonesia^[12] (sinonimo eterotipico)
• Hippotion celerio unicolor Tutt, 1904 - Nat. hist. Brit. Lep. 4: 120 - Locus typicus: non indicato^[8] (sinonimo eterotipico)
• Hippotion ocys Hübner, 1819 - Verz. bekannter Schmett. 135, n° 1451 - Locus typicus: non indicato^[43] (sinonimo eterotipico)
• Phalaena inquilinus Harris, 1781 - Exposition Engl. Ins. 93, tav. 28, fig. 1 - Locus typicus: Regno Unito^[44] (sinonimo eterotipico)
• Phalaena inquinalis (!) Swinhoe, 1892 - Cat. Lep. Het. Mus. Ox. 1: 17-18, n° 68 - Locus typicus: Timor^[45] (sinonimo eterotipico)
• Sphinx celerio Linnaeus, 1758 - Syst. Nat. (Edn 10) 1: 491 - Locus typicus: non indicato ("habitat in Vite")^[2] (sinonimo omotipico, basionimo)
• Sphinx tisiphone Linnaeus, 1758 - Syst. Nat. (Edn 10) 1: 492 - Locus typicus: India^[2] (sinonimo eterotipico)
• Theretra celerio Kirby, 1892 - Cat. Lep. Het. 1: 652, n° 31 - Locus typicus: non indicato^[46] (sinonimo eterotipico)

Non sono state individuate sottospecie.^[3][4][30]

• Hippotion osiris (Dalman, 1823) - Analecta Entomol. 48^[16][47]

Lo status di conservazione della specie non è stato ancora valutato ufficialmente dalla Lista rossa IUCN,^[1] tuttavia questa viene generalmente considerata rara all'interno del proprio areale.^[16]

• Deilephila elpenor
• Hyles euphorbiae

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